Corsi di studio in
Farmacia - Chimica e tecnologia farmaceutiche

Preparazione e manipolazione di campioni biologici. Uso e preparazione di soluzioni tampone. Rottura di cellule; preparazione e purificazione di organelli cellulari; centrifugazione: centrifughe, rotori, relazione tra numero di g e rpm, centrifugazione differenziale e di isodensità all'equilibrio con esempi applicativi (separazione di organelli cellulari, purificazione di acidi nucleici in gradiente di sali). Colture cellulari di cellule di mammifero: metodi colturali, mantenimento, conservazione , saggi biochimici e di funzionalità cellulare. Metodi spettrofotometrici per lo studio delle molecole biologiche ed in enzimologia : generalità e definizioni. Spettri di assorbimento con esempi di spettri di molecole di interesse biochimico: proteine, acidi nucleici, NAD, citocromo c, citocromo P-450. Funzioni e meccanismo catalitico del citocromo P-450. Spettri differenziali, interazioni citocromo-ligandi.  Legge di Lambert-Beer e dosamenti quantitativi. Esempi di dosamenti: dosamento delle proteine e di enzimi: unità di attivita’ enzimatica, attività specifica, fattore di arricchimento durante una purificazione. Saggi enzimatici in cinetica ed a tempo fisso. Relazione tra v_0,V_max e concentrazione di un enzima. Esempi di determinazione di attività enzimatiche: citocromo c reduttasi, lattico deidrogenasi, maltasi, proteasi. Utilizzo di reazioni accoppiate con enzimi deidrogenasici NAD-dipendenti: esempio dosamento di transaminasi.. Utilizzo di enzimi come "reattivi" per il dosamento di metaboliti: esempio determinazione quantitativa del colesterolo.     Fluorimetria ed applicazioni in biochimica. Luminometria e sistema luciferina-luciferasi per il dosamento di ATP. Dosamento spettrofotometrico del DNA e studio della temperatura di fusione di un DNA. Tecniche cromatografiche ed elettroforetiche applicate all’isolamento, alla purificazione e all’analisi di sostanze di interesse biochimico e biochimico-clinico. Tecniche cromatografiche: Generalità e definizioni. Tecniche cromatografiche particolarmente usate per la separazione di biomolecole. Polimeri utilizzati per le fasi stazionarie. Caratteristiche ed applicazioni delle cromatografie: di scambio ionico, di esclusione dimensionale (con esempi di determinazione del peso molecolare di proteine), di bioaffinità (con esempi di ligandi e strategie generali per il legame covalente dei ligandi alla fase stazionaria), di interazione idrofobica, di chelazione (IMAC) e covalente. Esempi di strategie di purificazione di proteine. Tecniche elettroforetiche: principi generali: concetto di mobilità elettroforetica e relazione tra mobilità, carica, campo elettrico applicato, dimensioni. Relazione tra punto isoelettrico e mobilità delle proteine. Elettroforesi su strisce di acetato di cellulosa e separazione di siero proteine; elettroforesi su gelo di poliacrilammide ( SDS-PAGE).  Isoelettrofocalizzazione. Elettroforesi bidimensionale (applicazioni allo studio del proteoma). Elettroforesi di acidi nucleici. Elettroforesi capillare. Tecniche di trasferimento di macromolecole dai geli (Southern, Northern, Western Blot) con esempi di applicazioni diagnostiche. Saggi immunologici. Nozioni su antigene e anticorpo, anticorpi monoclonali.. Sistemi di dosamento immunologico basati sulla marcatura di antigeni od anticorpi con isotopi radioattivi (RIA) e con enzimi (ELISA). Saggi di immunoprecipitazione; immunodiffusione semplice e radiale, immunoelettroforesi, rocket elettroforesi. Traccianti radioattivi. Nozioni sull’uso dei principali traccianti radioattivi utilizzati nel laboratorio biochimico e biochimico-clinico. Tipi di radiazioni; legge del decadimento radioattivo, tempo di dimezzamento. Unità di misura della radioattività. Strumentazione: contatori di Geiger-Mueller, contatori a scintillazione  (contatore a scintillatore solido e liquido ), autoradiografia. Esercitazioni pratiche in laboratorio su elettroforesi e cromatografia di proteine e determinazione attività enzimatica e costanti cinetiche.